Mémoire portant sur la Lindera Strychnifolia
Lindera strychnifolia : une plante médicinale aux propriétés antioxydantes et cytoprotectrices
Sommaire
- Introduction 2
- Botanique 3
- Famille des Lauraceae 3
- Classification 3
- Critères de reconnaissance 15
- Répartition géographique 17
- Intérêt économique et utilisations traditionnelles 18
- Le genre Lindera et l’espèce strychnifolia 19
- Description botanique 19
- Répartition géographique 23
III. Pharmacochimie de Lindera strychnifolia 24
- Composition chimique 24
- Composition chimique de l’huile essentielle 24
- Composition chimique de l’extrait de racine de Lindera strychnifolia 32
- Intérêts thérapeutiques de Lindera strychnifolia 57
- Utilisation en médecine traditionnelle chinoise 57
- Activités pharmacologiques 59
- Lindera strychnifolia et stress oxydant 59
- Lindera strychnifolia et cancer 69
- Autres effets de Lindera strychnifolia 72
- Conclusion 75
- Bibliographie 76
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Introduction
La médecine traditionnelle chinoise, présente depuis des milliers d’années, représente un « tout » d’assortiment cohérent entre les théories c’est-à-dire les explications et les pratiques ou encore les techniques, afin de préserver et de maintenir en bonne santé l’homme.
Elle se distingue particulièrement par son concept qui réunit en un tout : le corps, le cœur et l’esprit tout en se basnt sur le symbolisme.
D’ailleurs, la médecine traditionnelle chinoise repose sur la pratique empirique acquise par l’observation des vivants.
Elle a ainsi recours à cinq (05) pratiques principales que sont : l’acupuncture, la pharmacopée chinoise, la diététique chinoise, le massage Tui Na et les exercices énergétiques.
Pour ce qui est de sa pharmacopée, il est une plante, connue sous le nom vernaculaire de Wu Yao, encore dénommée scientifiquement Lindera strychnifolia qui aurait des effets antioxydants et cytoprotecteurs. D’ailleurs ses utilisations traditionnelles semblent corroborer ces faits.
En quoi, de quoi la plante Lindera strychnifolia confère-t-elle ses activités pharmacologiques fortes intéressantes ?
Dans un premier temps, l’étude botanique de Lindera strychnifolia sera réalisée. Dans un second temps, l’identification des composants, précisément la pharmacochimie de la plante Lindera strychnifolia sera effectuée afin de déterminer dans un dernier temps s’il y a un lien entre ses composants et ses activités pharmacologiques.
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Botanique
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Famille des Lauraceae
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Classification
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La classification des Lauraceae porte encore à confusion, surtout par rapport à d’autres familles de plantes. Cela pourrait s’expliquer par la grande diversité de la famille, outre les difficultés rencontrées dans l’identification des espèces et surtout par la rareté des travaux taxonomiques.
Cronquist (1981) a proposé la classification des Lauraceae suivante :
- Règne : Plantae
- Sous-règne : Tracheobionta
- Division : Magnoliophyta
- Classe : Magnoliopsida
- Sous-classe : Magnoliidae
- Ordre : Laurales
- Famille Lauraceae
D’une manière générale, les Lauraceae appartiennent à l’embranchement des Spermatophytes, au Sous-Embranchement des Angiospermes, à la Classe des Magnoliopsides ou Dicotylédones et à l’Ordre des Laurales.
La famille regroupe cinq (05) sous-familles, à savoir :
La sous-famille des Lauroideae qui représente le seul groupe pourvu d’une inflorescence avec un involucre. Cette sous-famille comporte deux genres : les Laurus (2) et Litsea (env. 400).
La sous-famille des Cinnamoideae dont la partie basale du fruit est entourée par une cupule. Cette sous-famille regroupe les principaux genres tels: Ocotea et Cinnamonum.
La sous-famille des Persoideae qui est dépourvue de cupule dans laquelle se retrouvent les genres : Persea(150), Beilschmiedia et Endiandra.
La sous-famille des Hypodaphnoideae qui possède un ovaire infère avec le fruit qui est bordé par une sorte de tissu raffermi.
La sous-famille des Cryptocaryoideae dont l’ovaire est supère avec le fruit qui est entouré par une sorte de tissu renforcé.
La famille des Lauraceae compte plus de 2000 espèces : 1119 décrites et 2500 connues, réparties dans plus de 50 genres : 55 connus et 45 décrits dans le monde.
Tableau 01 : Genres et espèces de la famille Lauraceae
Genres | Espèces | |
Actinodaphne | A. albifrons, A. ambigua, A. bornions, A. candolleana, A. concinna, A. cupularis, A. cuspidata, A. elegans, A. forrestii, A. fragilis, A. Glabra, A. Glauca, A. glaucina, A. glomerata, A. henryi, A. johorensis, A. kewichowensis, A. koshepangii, A. lecomtei, A. macrophylla, A. alaccensisA. Molochina, A. montana, A. moonii, A. mushanensis, A. nantoensis, A. obovata, A. obscurinervia, A. oleifolia, A. omeiensis, A. paotingensis, A. pilosa, A. pruinosa, A. ridleyi, A. sesquipedalis, A. speciosa, A. sphaerocarpa, A. stenophylla, A. trichocarpa, A. tsaii |
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Adenodaphne | A. macrophylla, A. spathulata, A. triplinervia, A. uniflora | |
Aiouea | A. benthamiana, A. costaricensis, A. guianensis, A. inconspicua, A. laevis, A. maguireana, A. myristicoides, A. obscura, A. parvissima, A. saligna, A. tambillensis, A. vexatrix |
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Aiseodaphne | A. foxiana | |
Alseodaphne | A. albifrons, A. andersonii, A. bancana, A. corneri, A. dura, A. elmeri, A. garciniaecarpa, A. gracilis, A. hainanensis, A. hokouensis, A. insignis, A. intermedia, A. macrantha, A. marlipoensis, A. micrantha, A. nigrescens, A. nigrescens, A. oblanceolata, A. peduncularis, A. peduncularis, A. pendulifolia, A. perakensis, A. petiolaris, A. ridleyi, A. rubrolignea, A. rugosa, A. sichourensis, A. wrayi, A. yunnanensis |
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Anaueria | A. brasiliensis | |
Aniba | A. affinis, A. bracteata, A. burchellii, A. canelilla, A. cinnamomiflora, A. citrifolia, A. cylindriflora, A. excelsa, A. ferruginea, A. firmula, A. gigantifolia, A. guianensis, A. hostmanniana, A. kappleri, A. megaphylla, A. muca, A. panurensis, A. perutilis, A. puchury-minor, A. puchuryminor, A. ramageana, A. rosaeodora, A. salicifolia, A. taubertiana, ,A. venezuelana, A. williamsii | |
Apollonias | A. barbujana, A. grandiflora, A. madagascariensis, A. microphylla, A. Oppositifolia, A. Sericea, A. velutina | |
Beilschmiedia | B. acuta, B. alloiophylla, B. anacardioides, B. anay, B. barensis, B. brenesii, B. brevipes, B. caudata, B. chevalieri, B. cinnamomea, B. congestiflora, B. congolana, B. corbisieri, B. costaricensis, B. crassipes, B. curviramea, B. cuspidata, B. dictyoneura, B. dinklagei, B. diversiflora, B. elliptica, B. fluminensis, B. foliosa, B. fructicosa, B. fulva, B. gaboonensis, B. gilbertii, B. glabra, B. glauca, B. grandibracteata, B. grandiflora, B. hondurensis, B. hutchinsoniana, B. immersinervis, B. insignis, B. insularum, B. jabassensis, B. jacques-felixii, B. klainei, B. kostermansiana, B. kunstleri, B. kweo, B. lancilimba, B. letouzeyi, B. louisii, B. lucidula, B. lumutensis, B. madang, B. manii, B. membranacea, B. membranifolia, B. mexicana, B. minutiflora, B. morati, B. myrciaefolia, B. ndongensis, B. neocaledonica, B. nitida, B. obscura, B. obtusifolia, B. oreophila, B. ovalioides, B. ovalis, B. pahangensis, B. palembanica, B. papyracea, B. pedicellata, B. penanglana, B. pendula, B. perakensis, B. pierreana, B. preussii, B. rigida, B. riparia, B. robynsiana, B. rugosa, B. sary, B. sessilifolia, B. staudtii, B. steyermarkii, B. sulcata, B. talbotiae, B. tarairi, B. tawa, B. tilaranensis, B. tonkinensis, B. tovarensis, B. ugadensis, B. wallichiana, B. wilczekii, B. zahnii, B. zenkeri, B. zeylanica |
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Beilshmiedia | B. maingayi | |
Caryodaphnopsis | C. burger, C. cogolloi, C. fosteri, C. henryi, C. laotica, C. tonkinensis |
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Cinnadenia | C. malayana | |
Cinnamomum | C. altissimum, C. appelianum, C. aureofulvum, C. austro-sinense, C. austro-yunnanense, C. bejolghota, C. bodinieri, C. brachythyrsum, C. bractefoliaceum, C. burmanii, C. camphora, C. cappariicoronde, C. cassia, C. caudatum, C. caudiferum, C. chartophyllum, C. citriodorum, C. contractum, C. cordatum, C. costaricanum, C. cuspidatum, C. daphnoides, C. dubium, C. effusum, C. glanduliferum, C. glaziovii, C. Hatschbachii, C. heyneanum, C. ilicioides, C. impressicostatum, C. iners, C. japonicum, C. javanicum, C. jensenianum, C. kotoense, C. kunstleri, C. kwangtugense, C. liangii, C. litseaefolium, C. longipaniculatum, C. longipetiolatum, C. mairei, C. micranthum, C. microphyllum, C. migao, C. mollifolium, C. mollissimum, C. montanum, C. oliveri, C. osmophloeum, C. ovalifolium, C. pachypes, C. pachypodum, C. pachypodum, C. padiforme, C. parthenoxylon, C. pauciflorum, C. philippinense, C. pingbienense, C. pittosporoides, C. platyphyllum, C. porrectum, C. puberulum, C. pubescens, C. reticulatum, C. rhyncophyllum, C. riedelianum, C. rigidissimum, C. rivulorum, C. rufotomentosum, C. saffrol, C. salicifolium, C. saxatile, C. scortechinii, C. semecarpifolium, C. septentrionale, C. sieboldii, C. sinharajaense, C. sintoc, C. subavenium, C. subcuneatum, C. tamala, C. tenuipilis, C. tomentulosum, C. tonkinense, C. triplinerve, C. tsangii, C. tsoi, C. validinerve, C. verum, C. vimineum, C. virens, C. wilsonii |
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Cryptocarya | C. acutifolia, C. amygdalina, C. angustifolia, C. aristata, C. aschersoniana, C. bidwillii, C. bitriplinervia, C. brachythyrsa, C. bracteolate, C. caesia, C. calcicola, C. chartacea, C. chinensis, C. chingii, C. concinna, C. costata, C. crassinervia, C. densiflora, C. depauperata, C. dorrigoensis, C. elegans, C. elliptica, C. enervis, C. erythroxylon, C. ferrea, C. floydii, C. foetida, C. foveolata, C. glaucescens, C. gracilis, C. gregsonii, C. griffithiana, C. guillauminii, C. hainanensis, C. helicina, C. impressa, C. impressinervia, C. infectoria, C. kurzii, C. kwangtungensis, C. laevigata, C. latifolia, C. leiana, C. leptospermoides, C. libertiana, C. lifuensis, C. longifolia, C. louvellii, C. lyoniifolia, C. mackeei, C. maclurei, C. macrocarpa, C. macrodesme, C. maculate, C. mandioccana, C. mannii, C. megaphylla, C. meissneriana, C. membranacea, C. metcalfiana, C. micrantha, C. microneura, C. moschata, C. myrtifolia, C. natalensis, C. nitens, C. nova-anglica, C. obovata, C. odorata, C. oubatchensis, C. pallens, C. perrieri, C. phyllostemon, C. pluricostata, C. rigida, C. rugulosa, C. schmidii, C. scintillans, C. scortechinii, C. teysmanniana, C. thouvenotii, C. tomentosa, C. transvaalensis, C. transversa, C. triplinervis, C. velutina, C. velutinosa, C. wightiana, C. williwilliana, C. woodii, C. wrayi, C. wyliei, C. yaanica, C. yunnanensis, C. zollingeriana |
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Dehaasia | D. candolleana, D. cuneata, D. hainanensis, D. incrassata, D. kwangtungense, D. lancifolia, D. longipedicellata, D. longipetiolata, D. pauciflora, D. polyneura, D. tomentosa, D. triandra |
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Dodecadenia | D. grandiflora | |
Endiandra | E. baillonii, E. compressa, E. coriacea, E. crassiflora, E. discolor, E. dolichocarpa, E. elaeocarpa, E. floydii, E. globosa, E. hainanensis, E. hayesii, E. holttumii, E. introrsa, E. kingiana, E. lecardii, E. macrophylla, E. maingayi, E. muelleri, E. neocaledonica, E. polyneura, E. poueboensis, E. praeclara, E. pubens, E. rubescens, E. scrobiculata, E. sebertii, E. sieberi, E. virens, E. wrayi | |
Endlicheria | E. anomala, E. aruneiflora, E. bracteata, E. bracteolata, E. browniana, E. bullata, E. canescens, E. chalisea, E. cocuirey, E. debilis, E. dictifarinosa, E. directonervia, E. dysodantha, E. formosa, E. gracilis, E. jefensisvan, E. lhotzkyi, E. macrophylla, E. mishuyacensis, E. multiflora, E. nilssonii, E. paniculata, E. paradoxa, E. poeppigii, E. pyriformis, E. reflectens, E. robusta, E. rubriflora, E. sericea, E. sprucei, E. szyszylowiczii, E. tessmannii, E. tomentella, E. verticillata, E. vinotincta, E. williamsii | |
Eusideroxylon | E. zwageri | |
Gamanthera | G. herrerae | |
Hexapora | H. curtisii | |
Hypodaphnis | H. zenkeri | |
Kubitzkia | K. macrantha | |
Laurus | L. azorica, L. nobilis | |
Licaria | L. armeniaca, L. brasiliensis, L. campechiana, L. cannella, L. chrysophylla, L. debilis, L. dolichantha, L. endlicheriaefolia, L. latifolia, L. limbosa, L. macrophylla, L. multiflora, L. oppositifolia, L. pittieri, L. polyphylla, L. pucheri, L. quirirafuina, L. salicifolia, L. sericea, L. tomentosa, L. triandra, L. trinervis, L. urceolata, L. vernicosa |
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Lindera | L. aggregata, L. benzoin, L. bibracteata, L. caesia, L. caudata, L. concinna, L. lucida, L. melissifolia, L. montana, L. neesiana, L. obtusifolia, L. oxyphylla, L. pipericarpa, L. praecox, L. pulcherrima, L. reticulosa, L. rufa, L. strychnifolia, L. subcoriacea, L. subumbellifera, L. triloba, L. wrayi |
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Litsea | L. accedens, L. acrantha, L. acutineva, L. aestivalis, L. akoensis, L. angulata, L. artocarpifolia, L. atrata, L. auriculata, L. australis, L. balansae, L. baviensis, L. beilschmiediifolia, L. biflora, L. brachystachya, L. calicaris, L. castaneaL. Changensis, L. chengshuzhii, L. chinpingensis, L. chunii, L. cinerascens, L. claviflora, L. coelestis, L. cordata, L. coreana, L. costalis, L. costata, L. cubeba, L. curtisii, L. cylindrocarpa, L. deplanchei, L. depressa, L. dilleniifolia, L. doshia, L. elliptica, L. elongata, L. erectinervia, L. euosma, L. fenestrata, L. ferruginea, L. firma, L. flavescens, L. fosbergii, L. foveolata, L. foxiana, L. garciae, L. gardneri, L. garrettii, L. glaberrima, L. glaucescens, L. globosa, L. glutinosa, L. Gongshanensis, L. gracilipes, L. gracilis, L. grandis, L. greenmaniana, L. hayatae, L. helferi, L. hirsutissima, L. honghoensis, L. humboldtiana, L. hunanensis, L. hupehana, L. imbricata, L. insignis, L. iteodaphne, L. johorensis, L. kobuskiana, L. kwangsiensis, L. kwangtungensis, L. lanceolata, L. lancifolia, L. lancilimba, L. lecardii, L. liboshengii, L. ligustrina, L. litseaefolia, L. liyuyingi, L. longepedunculata, L. longifolia, L. longistaminata, L. machilifolia, L. machiloides, L. magnifica, L. magnoliifolia, L. maingayi, L. miana, L. mollis, L. monopetala, L. morrisonensis, L. moupinensis, L. myristicaefolia, L. nemoralis, L. neocaledonica, L. nidularis, L. noronhae, L. ochracea, L. oligophlebia, L. ovalifolia, L. ovalis, L. panamonja, L. paouensis, L. pedunculata, L. penangiana, L. pentaflora, L. pierrei, L. pittosporisofolia, L. polyantha, L. populifolia, L. pseudoelongata, L. pungens, L. resinosa, L. reticulata, L. ripidion, L. robusta, L. rotundifolia, L. rubescens, L. rubicunda, L. salicifolia, L. samoensis, L. scortechinii, L. sericea, L. sessiliflora, L. spathacea, L. stenophylla, L. subcoriacea, L. suberosa, L. taiwaniana, L. taronensis, L. teysmanni, L. tibetana, L. tomentosa, L. triflora, L. tsinlingensis, L. umbellata, L. variabilis, L. veitchiana, L. verticillata, L. verticillifolia, L. viridis, L. walkeri, L. wilsonii, L. wrayi, L. yaoshanensis, L. yunnanensis |
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Mezilaurus | M. itauba, M. lindaviana, M. sprucei | |
Nectandra | N. acutifolia, N. ambigens, N. antillana, N. arnottiana, N. aurea, N. belizensis, N. bicolour, N. breaparinensis, N. capanahuensis, N. cissiflora, N. citrifolia, N. comasensis, N. coriacea, N. cufodontisii, N. cuspidata, N. dioica, N. elongata, N. fulva, N. furcata, N. globosa, N. grandiflora, N. herrerae, N. hihua, N. hypoleuca, N. intermedia, N. jelskii, N. laevis, N. latifolia, N. laurei, N. leucantha, N. leucocome, N. lineata, N. lineate, N. lineatifolia, N. longicaudata, N. longifolia, N. longipetiolata, N. lucida, N. lundellii, N. macbridei, N. maranonensis, N. martinicensis, N. matthewsii, N. maynensis, N. membranacea, N. microcarpa, N. mirafloris, N. myriantha, N. nervosa, N. nitida, N. oppositifolia, N. pearcei, N. pichurim, N. puberula, N. pulverulenta, N. purpurea, N. raimondii, N. ramonensis, N. reticulata, N. robertoandinoi, N. rudis, N. ruforamula, N. salicifolia, N. salicina, N. sanguinea, N. sawadai, N. smithii, N. superba, N. turbacensis, N. umbrosa, N. williamsii, N. yarinensis |
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Neocinnamonum | N. caudatum, N. delavayi, N. fargesii, N. lecomtei, N. mekongense |
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Neolitsea | N. aciculata, N. acuminatissima, N. alongensis, N. aurata, N. australiensis, N. brevipes, N. buisanensis, N. cambodiana, N. cassia, N. chrysotricha, N. chuii, N. coccinea, N. confertifolia, N. daibuensis, N. dealbata, N. ellipsoidea, N. foliosa, N. fuscata, N. hainanensis, N. hiiranensis, N. howii, N. hsiangweiensis, N. impressa, N. kedahense, N. konishii, N. kwangsiensis, N. lancifolia, N. levinei, N. longipedicellata, N. lunglingensis, N. menglaensis, N. mollissima, N. oblongifolia, N. obtusifolia, N. ovatifolia, N. pallens, N. parvigemma, N. phanerophlebia, N. pingbienesis, N. pinninervis, N. polycarpa, N. pulchella, N. purpurascens, N. sericea, N. shingningensis, N. sutchuanensis, N. tomentosa, N. undulatifolia, N. variabillima, N. velutina, N. villosa, N. wushanica, N. zeylanica | |
Nothaphoebe | N. cavalierei, N. condensa, N. coriacea, N. kingiana, N. konishii, N. pahangensis, N. panduriformis, N. umbelliflora | |
Ocotea | O. aciphylla, O. acuminatissima, O. adela, O. adenotrachelium, O. albopunctulata, O. alpina, O. amazonica, O. amplifolia, O. amplissima, O. angustitepala, O. architectorum, O. arcuata, O. atirrensis, O. atlantica, O. atrata, O. aurantiodora, O. austinii, O. bajapazensis, O. balanocarpa, O. barbatula, O. basirecurva, O. bernoulliana, O. betazensis, O. bicolor, O. bofa, O. botrantha, O. bourgeauviana, O. bracteosa, O. brenesii, O. brevipes, O. bullata, O. calophylla, O. canaliculata, O. caniflora, O. cardinalis, O. catharinensis, O. caudata, O. ceanothifolia, O. cernua, O. chiapensis, O. chrysobalanoides, O. comoriensis, O. congregata, O. contrerasii, O. corrugate, O. cowaniana, O. crassifolia, O. cujumary, O. cuneifolia, O. cuprea, O. cymbarum, O. cymosa, O. darcyi, O. debilis, O. dendrodaphne, O. dentata, O. depauperata, O. dielsiana, O. diospyrifolia, O. dispersa, O. divaricata, O. domatiata, O. dominica, O. duidensis, O. dussii, O. effusa, O. eggersiana, O. elegans, O. endresiana, O. erectifolia, O. esmeraldana, O. eucuneata, O. euvenosa, O. falcata, O. faucherei, O. fendleri, O. ferruginea, O. flavantha, O. floribunda, O. foeniculacea, O. foetens, O. foveolata, O. glabra, O. glaucophylla, O. glaucosericea, O. glaziovii, O. glomerata, O. gomezii, O. gordonii, O. gracilis, O. grandifolia, O. guatemalensis, O. guianensis, O. haberi, O. hartshorniana, O. helicterifolia, O. heribertoi, O. Heydeana, O. holdridgeiana, O. huberi, O. humbertii, O. humblotii, O. imrayana, O. indecora, O. insularis, O. ira, O. iridescens, O. jacquinii, O. javitensis, O. jefensis, O. jelskii, O. jorge-escobarii, O. julianii, O. jumbillensis, O. kenyensis, O. keriana, O. killipii, O. klepperae, O. klotzschiana, O. krugii, O. laetevirens, O. laevigata, O. laevis, O. lancifolia, O. lancilimba, O. laticostata, O. laxiflora, O. lentii, O. leptobotra, O. leucoxylon, O. licanioides, O. liesneri, O. longifolia, O. longipes, O. macrantha, O. macrocarpa, O. macropoda, O. madagascariensis, O. magnifica, O. magnifolia, O. mandonii, O. marmellensis, O. martinicensis, O. mascarena, O. matudai, O. maynensis, O. megacarpa, O. membranacea, O. meziana, O. micans, O. minarum, O. minutiflora, O. mollicella, O. mollifolia, O. monteverdensis, O. monzonensis, O. morae, O. multiflora, O. multiglandulosa, O. myriantha, O. neblinae, O. neesiana, O. nervosa, O. nigrita, O. nilssonii, O. nitida, O. niunacensis, O. notata, O. nunesiana, O. oblonga, O. oblongifolia, O. obovata, O. obtusata, O. odorifera, O. olivacea, O. ottoschmidtii, O. otuzcensis, O. ovalifolia, O. palmana, O. parvula, O. patens, O. patula, O. pauciflora, O. pausiaca, O. pedalifolia, O. pentagona, O. percoriacea, O. perrobusta, O. petalanthera, O. pharomachrosorum, O. pittieri, O. piurensis, O. platydisca, O. platyphylla, O. pomaderroides, O. porosa, O. Praetermissa, O. producta, O. pseudopalmana, O. psychotrioides, O. puberula, O. pulchella, O. pulchra, O. pullifolia, O. purpurea, O. quisara, O. racemiflora, O. racemosa, O. raimondii, O. revoluta, O. rhytidotricha, O. rigidifolia, O. rivularis, O. roseopedunculata, O. rovirosae, O. rubriflora, O. rubrinervis, O. rufescens, O. rusbyana, O. salvadorensis, O. salvinii, O. sanariapensis, O. schomburgkiana, O. silvestris, O. sinuata, O. spixiana, O. splendens, O. standleyi, O. stenoneura, O. strigosa, O. subalata, O. subrutilans, O. subsericea, O. tabacifolia, O. tampicensis, O. tarapotana, O. teleiandra, O. tenella, O. tenera, O. tenera, O. tessmannii, O. thouvenotii, O. tillettsiana, O. tomentella, O. tomentosa, O. tonduzii, O. tonii, O. trianae, O. trichantha, O. trichophlebia, O. tristis, O. truncate, O. ucayalensis, O. urbaniana, O. usambarensis, O. uxpanapana, O. vaccinioides, O. valerioana, O. valerioides, O. vanderwerffii, O. velloziana, O. venosa, O. venulosa, O. veraguensis, O. verapazensis, O. verticillata, O. viridiflora, O. weberbaueri, O. whitei, O. wurdaelkiana, O. yutajensis |
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Paraia | P. bracteata | |
Parasassafras | P. confertiflora | |
Persea | P. alba, P. albida, P. albiramea, P. alpigena, P. americana, P. areolatocostae, P. boliviensis, P. borbonia, P. brenesii, P. brevipetiolata, P. caerulea, P. chamissonis, P. corymbosa, P. crassifolia, P. croatii, P. cuneata, P. declinata, P. donnell-smithii, P. durifolia, P. fastigiata, P. fluviatilis, P. fruticosa, P. fulva, P. gamblei, P. glaberrina, P. glabra, P. grandiflora, P. grandis, P. haenkeana, P. hirta, P. humilis, P. indica, P. jenmanii, P. laevifolia, P. laevigata, P. liebmannii, P. macrantha, P. maguirei, P. mutisii, P. obtusifolia, P. palustris, P. perglauca, P. perseiphylla, P. peruviana, P. povedae, P. pseudofasciculata, P. purpusii, P. pyrifolia, P. raimondii, P. rigens, P. rufescens, P. ruizii, P. schiedeana, P. scoparia, P. sessilis, P. silvatica, P. standleyi, P. steyermarkii, P. subcordata, P. veraguasensis, P. vesticula, P. weberbaueri, P. willdenovii |
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Phoebe | P. brenesii, P. cathia, P. cinnamomifolia, P. costaricana, P. elliptica, P. grandis, P. heteranthera, P. lanceolata, P. mathewsii, P. maynensis, P. mexicana, P. mollicella, P. neurophylla, P. paniculata, P. pichisensis, P. pittieri, P. poeppigii, P. scortechinii, P. tavoyana, P. tonduzii, P. valeriana |
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Pleurothyrium | P. amapaense, P. bifidum, P. chrysophyllum, P. cuneifolium, P. densiflorum, P. golfodulcense, P. guindonii, P. hexaglandulosum, P. immersum, P. krukovii, P. maximum, P. nobile, P. oblongum, P. palmanum, P. panurense, P. pauciflorum, P. pilosum, P. poeppigii, P. racemosum, P. trianae, P. westphalii, P. williamsii |
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Potameia | P. crassifolian, P. eglandulosa, P. obovata, P. thouarsii | |
Potoxylon | P. melagangai | |
Povedadaphne | P. quadriporata | |
Ravensara | R. acuminata, R. affinis, R. areolata, R. aromatica, R. crassifolia, R. dealbata, R. elliptica, R. flavescens, R. floribunda, R. gracilis, R. impressa, R. laevis, R. macrophylla, R. ovalifolia, R. pauciflora, R. perrieri, R. pervillei, R. retusa |
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Rhodostemonodaphne | R. celiana, R. grandis, R. kunthiana, R. macrocalyx, R. peneia, R. recurva, R. steyermarkiana | |
Sassafras | S. albidum, S. randaiense, S. tzumu | |
Sextonia | S. rubra | |
Syndiclis | S. anlungensis, S. chinensis, S. fooninengis, S. furfuracea, S. kwangsiensis, S. lotungensis, S. marlipoensis, S. pingbienensis, S. sichourensis |
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Umbellularia | U. californica | |
Williamodendron | W. cinnamomeum, W. glaucophyllum |
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Critères de reconnaissance
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Appareil végétatif
La famille des Lauraceae comporte principalement des arbres et arbustes, communément aromatiques, qui peuvent être caducs ou persistants.
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Anatomie
Les Lauraceae présentent un périderme superficiel qui n’apparait que de façon tardive.
Des fibres, assemblées par des cellules scléreuses dont les parois sont canaliculées ainsi que des cellules à essence au niveau des parenchymes et des poils tecteurs unicellulaires, forment un péricycle hétérogène.
Les stomates des feuilles qui sont généralement garnies d’un hypoderme et possèdent deux cellules annexes qui sont situées parallèlement à l’ostiole.
La présence de cellules à mucilage est caractéristique de certains genres comme le genre Persea.
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Reproduction
Les inflorescences des Lauraceae sont disposées en panicules axillaires, rarement en grappes ou en cyme.
Il est à noter que la sous-famille des Lauroïdées dispose de cymes qui sont pourvues de bractées foliacées éminentes qui constituent un involucre.
Les fleurs actinomorphes des Lauraceae peuvent être bisexuées ou unisexuées avec monécie.
La disposition des pièces florales en multiples de trois (03) suit un ordre régulier sur deux (02) verticilles.
De couleur vert, blanc ou encore jaunâtre, le périanthe constitué par des sépales et des pétales peu différenciés est discret et repose sur un réceptacle cupuliforme.
Rangées en trois (03) ou quatre (04) verticilles de trois (03), les étamines sont accolées à la base du périanthe et forment des périgynes.
Les étamines localisées au niveau des verticilles internes peuvent être parfois réduites en staminodes, quelquefois les verticilles peuvent être munis de glandes près des filets.
Deux (02) à quatre (04) loges dont la déhiscence valvaire est majoritairement introrse et extrorse près du centre constituent les anthères qui s’ouvrent par un pore à volet.
Couramment supère et rarement infère (cas de l’Hypodaphnis), l’ovaire est uniloculaire et possède un unique ovule anatrope.
Avec un stigmate petit qui peut être bi- ou trilobé et un style simple, la placentation des Lauraceae est pariétale.
Le péricarpe du fruit peut être mince ou épais est plus ou moins enfermée par les pièces florales dont les périgynes sont modifiées en une cupule charnue.
L’embryon de la graine qui ne possède pas albumen est droit, charnu et à cotylédons plan-convexe.
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Feuilles
Les feuilles des Lauraceae peuvent être caduques ou persistantes, fréquemment coriaces, selon les espèces, alternes, possèdent un ou trois lobes et dégagent de fortes odeurs aromatiques.
Les feuilles, dépourvues de stipules, sont rarement opposées, sub-opposées ou verticillées.
Généralement entières, simples et quelquefois lobées (Sassafras), particulièrement penninervées et parfois trinervées.
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Fleur
Les fleurs sont petites, unisexuées, jaunâtres, avec généralement six tépales.
Les fleurs mâles portent 9 étamines fertiles (parfois 12).
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Fruit
Le fruit est généralement une petite drupe rouge, violette ou noire à maturité qui ne contient qu’une seule graine.
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Répartition géographique
La famille des Lauraceae est généralement pantropicale et rarement subtropicale.
Les Lauraceae se retrouvent principalement en Asie tropicale : Sud de la Chine, Japon, et en Amérique du Sud.
Les genres Lindera, Persea et Sassafra se rencontrent dans les régions tempérées alors que les genres Appollonias, Laurus et Persea s’aperçoivent dans la laurisilve primitive des îles Canaries et de Madère.
Figure 01 : Répartition géographique des Lauraceae
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Intérêt économique et utilisations traditionnelles
La famille des Lauraceae présente un important intérêt économique, notamment par la production d’huiles essentielles aromatiques et d’épices à haute valeur commerciale, en effet :
La cannelle, une épice médicinale très puissante est produite principalement par l’écorce de Cinnamomum zeylanicum.
Le camphre naturel est obtenu après distillation du bois de Cinnamomum camphora.
L’essence de sassafras est extraite de certaines Sassafras.
L’avocat avec son avantage nutritionnel indéniable est le fruit du Persea americana.
La production de bois intéressant est réalisée à partir des espèces de Beilschmiedia, Endiandra, Ocotea et Litsea.
D’ailleurs, le Litsea permet l’obtention d’un grand nombre de remèdes locaux.
Les genres Laurus et Lindera sont plantés et cultivés compte tenu du grand apport économique de leurs espèces ornementales.
Le Laurus nobilis est particulièrement prisé pour ses feuilles aromatiques qui sont utilisés en cuisine pour parfumer et assaisonner les plats.
Avec leur teneur en huiles et acides gras, les fruits des Cinnamomum, Litsea, Lindera, Syndiclis, Cryptocarya et Actinodaphne sont très prisés dans l’industrie.
L’écorce de Cinnamomum cassia et la racine de Lindera aggregata ont été longtemps utilisés en tant que remèdes traditionnels dans la médecine traditionnelle chinoise.
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Le genre Lindera et l’espèce strychnifolia
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Description botanique
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La taxonomie de Lindera strychnifolia est la suivante :
Règne : Plantae
Phylum : Magnoliophyta Cronquist, Takhtajan & W. Zimmermann, 1966
Classe: Magnoliopsida
Ordre: Laurales Perleb
Famille: Lauraceae Juss.
Genre : Lindera Thunberg, 1783
Espèce : Lindera strychnifolia
Connu en Chine sous le nom de Wu Yao, Tai Wu Yao ou encore Racine du benjoin, le nom pharmaceutique de Lindera strychnifolia est : Radix Linderae Strychnifoliae.
Originaire de Chine : Zhejiang, Anhui, Jianxi, Shaanxi, et plante d’extérieure à floraison hivernale, Lindera strychnifolia, dont les petites fleurs jaunes se répartissent sur les rameaux nus, est très résistante, d’ailleurs elle peut survivre jusqu’à une température de -6°C.
Le Lindera strychnifolia s’avère ainsi être un arbuste persistant fort intéressant.
Figure 02 : Sommités fleuries de petites fleurs jaunes de Lindera strychnifolia
Mesurant à peu près, 2m de hauteur, Lindera strychnifolia a la particularité d’avoir un feuillage, dont les nervures alignées parallèlement s’agencent comme une boule, à la fois vernissé et duveteux sur le revers.
Figure 03 : Feuille de Lindera strychnifolia
Figure 04 : Feuillage de Lindera strychnifolia
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Répartition géographique
Lindera strychnifolia se retrouve majoritairement au Japon, en Asie tropicale : notamment aux Philippines, et au Sud de la Chine, ainsi qu’en moindre quantité en Amérique du Sud.
Figure 05 : Répartition géographique de Lindera strychnifolia
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Pharmacochimie de Lindera strychnifolia
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Composition chimique
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Composition chimique de l’huile essentielle
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Largement utilisé en médecine traditionnelle chinoise bien que les effets pharmacologiques de ses composants ne soient pas encore bien définis, l’huile essentielle est extraite des feuilles et des racines de Lindera strychnifolia.
Après analyse au GC et GC-MS, de grandes différences sont observées dans la composition chimique des ces deux (02) huiles
En termes de composés identifiés dans l’huile essentielle des feuilles et racines de Lindera strychnifolia :
- Cinquante (50) composés s’élevant à 94,58% de l’huile de feuilles
- Cinquante sept (57) composés s’élevant à 91,40% de l’huile de racine.
Les principaux constituants des huiles de feuilles et de racines de Lindera strychnifolia sont surtout des sesquiterpènes oxygénés avec respectivement 65.88% dans les feuilles et 39.52% dans les racines.
Tableau 02 : Principaux composés (%) de l’huile essentielle de Lindera strychnifolia (feuilles et racines)
-, absent
a, Retention indices calculated against n-alkanes on DB-5 MS column
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Méthode d’extraction de l’huile essentielle
Les feuilles et racines fraîchement cueillies sont hydrodistillées pendant trois (03) heures avec un appareil de type Clevenger.
En vue de conservation, l’huile essentielle peut être séchée avec du sulfate de sodium anhydre et garder à une température de -20°C après cette hydrodistillation, ou entraînement à la vapeur, jusqu’à son utilisation.
D’une manière générale, le rendement est de 0.36% et de 0.31% à partir respectivement des feuilles et des racines.
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Composition chimique de l’huile de feuilles
Les principaux composés de l’huile de feuilles étaient des :
- sesquithuriferol (35,90%)
- 14-oxy-α- muurolene (16,45%)
- 1,8-cinéole ou eucalyptol (5,34%)
- β-sélinène (4,55%)
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Composition chimique de l’huile de racines
L’huile de racine est riche en :
- zerumbone (26,66%)
- geranyl acetate (12,45%)
- (E)-β-Ocimène (10,27%)
- 1,8-cinéole ou eucalyptol (8,49%)
- Isoterpinolène (4,78%)
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Composition chimique de l’extrait de racine de Lindera strychnifolia
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Méthode d’extraction et de séparation
- Extraction au méthanol, méthode Stas-Otto
Les racines de Lindera strychnifolia sont portées en ébullition avec du méthanol, l’extrait obtenu a ensuite été soumis à la procédure basée sur la méthode Stas-Otto.
- Extraction éthanolique
Les racines de Lindera strychnifolia, séchées à l’air, ont été extraits trois (03) fois avec de l’éthanol 95%.
L’extrait brut éthanolique a été obtenu après concentration sous pression.
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Composition chimique et structures chimiques (racine)
La racine de Lindera strychnifolia est la partie la plus utilisée de la plante, elle contient notamment des :
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Sesquiterpènes lactones
Linderolide G
Linderolide H
Linderolide I
Linderolide J
Linderolide K
Linderolide L
Linderolide M
Lindestrenolide
Hydroxylindestrenolide
Shizukanolide
Chloranthalactone D
Lindenene
Lindenenol
Lindenonolide H
Lindenanolide A
Lindestrene
8-hydroxyisogermafurenolide
Linderalactone
Linderane
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Sesquiterpènes glucosides
Quatre types de composés de sesquiterpènes glucosides sont identifiés chez le Lindera strychnifolia
- deux glucosides phénoliques : isotachiosideet 2,6-diméthoxy-p-hydroquinone 1-O-β-D-glucopyranoside
Isotachioside
- quatre glucosides de lignanes, (-)-Lyoniresinol et (+)-Lyoniresinol 3a-O-β-D-glucopyranoside, (+) – Lyoniresinol 6-O-β-D-glucopyranoside, et ssioriside
(-)-Lyoniresinol
(+)-Lyoniresinol
(+)-Lyoniresinol 3a-O-β-D-glucopyranoside
Ssioriside
- trois glucosides megastigmane : alangionoside L , dendranthemoside B, et staphylionoside D
alangionoside L
dendranthemoside B
Staphylionoside D
- bornéol : O– (6’-O-β-D-apiofuranosyl) -β-D-glucopyranoside
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Alcaloïdes
- laurolitsine
Laurolitsine
- boldine
Boldine
- reticuline
Reticuline
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Bilindestenolide et hydroxylindestenolide
Après extraction trois fois (X3) respectivement à l’Et2O (éther diéthylique) et au MeOH (méthanol), l’extrait obtenu a ensuite été évaporé sous vide.
C’est ainsi qu’ont été identifiés, a partir de CC successives, le composé bilindestenolide, l’hydroxylindestenolide et les sesquiterpènes suivants :
- linderalactone
- linderane
- neolinderane
Bilindestenolide
Hydroxylindestenolide
Linderalactone
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Lindenenyl acetate
- Préparation d’extrait méthanolique à partir des racines
Les racines séchées sont réduites en poudre avant l’extraction au méthanol pendant 3h au reflux.
L’extrait brut méthanolique est obtenu après avoir été concentré sous vide.
Lindenenyl acetate
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De nouvelles lactones sesquiterpéniques
Isolées à partir de fractionnement bioguidé et d’isolement de l’extrait d’acétate d’éthyle soluble de Lindera strychnifolia.
3-oxo-5αH,8βH-eudesma-1,4(15),7(11)-trien-8,12-olide
3-oxo-4,5αH,8βH-eudesma-1,7(11)-dien-8,12-olide
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Furanosesquiterpenes
Isofuranogermacrene
Lindenene (R = H)
Lindenenol (R=OH)
Lindestrene
Linderoxide
Isolinderoxide
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Intérêts thérapeutiques de Lindera strychnifolia
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Utilisation en médecine traditionnelle chinoise
Connue sous le nom de Wu-Yao en Chine, le Lindera strychnifolia (Sieb. Et Zucc.) F. Villars (Lauraceae), est utilisée fréquemment en médecine traditionnelle chinoise.
La racine est utilisée pour traiter :
- Les maux d’estomac (racine)
- Les maladies du rein (racine) : en mobilisant le Qi par drainage qui va calmer les douleurs en réchauffant le rein.
Particulièrement les déficiences rénales telles que la pollakiurie ou l’incontinence urinaire
- Les névralgies
- Les rhumatismes
- L’hyperkinésie
- Le vide-froid de l’intestin grêle qui se caractérise par une douleur hypogastrique, borborygme et distension intestinale
L’extrait aqueux de la racine est également utilisé comme antispasmodique et pour atténuer les douleurs en phytothérapie.
Les feuilles sont utilisées en tant qu’agent antibactérien et anti-inflammatoire.
D’autres utilisations de Lindera strychnifolia sont également bien connues, particulièrement comme :
- Astringent
- Carminative
- Stomachique
- Tonique
- Protection contre l’asthme
- Choléra
- Congestion
- Dyspepsie
- Dysménorrhée
- Flux
- Gonorrhée
- Hernie
- Paludisme
- Ménorragie
- Maux d’estomac
- Accident vasculaire cérébral
- Difficultés urinaires
- Traitement de l’apoplexie
- Maux de dos
- Cancer
- Gastrite
- Ulcère gastrique
- Douleurs jambe
- Polyurie
- Rhumatismes
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Activités pharmacologiques
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Lindera strychnifolia et stress oxydant
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Stress oxydant
La toxicité de l’oxygène, mis en exergue en 1954, est due à ses formes partiellement réduites.
Etant donné que l’oxygène : la molécule de dioxygène, possède deux (02) électrons libres encore dits électrons célibataires, l’oxygène a tendance à capter, récupérer deux (02) électrons.
De ce fait, l’oxygène est donc un oxydant qui va passer à l’état réduit en acceptant deux électrons.
Les réactions entre les molécules sont régies par trois (03) règles de base en chimie quantique :
- Réaction interdite entre un triplet et un singulet.
Le dioxygène ne réagit donc pas spontanément avec la matière qui est considérée comme inerte
- Réaction autorisée entre : un doublet et un singulet ou un triplet.
- Réaction autorisée entre molécules identiques : triplet avec triplet, doublet avec doublet et singulet avec singulet
Pour que l’oxygène puisse interagir avec la matière vivante organique (singulet), il est alors requis :
- Que l’oxygène en tant que molécule triplet soit changé en doublet ou singulet
- Ou que la matière organique, à l’état singulet, soit amenée à l’état doublet
Cette barrière dite énergétique de la chimie quantique peut être levée « in vivo »par l’action d’enzymes, notamment les oxydases, qui vont transformer la molécule de dioxygène « triplet » en un radical libre « doublet ».
Il est à noter que les espèces réactives de l’oxygène (ERO) qui sont les composés oxydants formés après réduction de l’oxygène peuvent être des:
- radicaux libres primaires : résultent directement de l’O2 par une réaction de réduction
- radicaux libres secondaires : formés par la réaction des radicaux libres primaires sur des composés biochimiques cellulaires
- espèces actives de l’oxygène : molécules ne possédant pas d’électron non apparié mais au fort pouvoir oxydant étant donné qu’elles peuvent former des radicaux libres
Physiologiquement, l’organisme produit régulièrement des ERO qui interviennent activement dans la signalisation cellulaire en jouant le rôle de médiateurs, notamment de seconds messagers.
Le stress oxydant s’observe lorsque les ERO sont produits de manière chronique et en excès ou encore quand les capacités de défenses anti-oxydantes de l’organisme ne parviennent pas à contrôler cette surproduction d’ERO.
Un déséquilibre s’observe alors subséquemment à la surproduction endogène d’ERO ou encore suite à une toxicité exogène qui va provoquer un déficit de substances anti-oxydantes.
Figure 06 : La production d’ERO et ses conséquences cellulaires
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Propriétés antioxydantes
Le piégeage du radical anion superoxyde O2– est observé avec l’extrait à l’eau chaude préparé à partir de feuilles fraîches humides et l’extrait obtenu à partir de feuilles séchées lorsque l’activité est exprimée en unité de poids de l’extrait lyophilisé.
L’extrait de feuilles a d’ailleurs montré une activité de piégeage d’OH dose-dépendante qui a été confirmée par l’analyse de spectres ESR.
De plus, les extraits ont également montré une forte activité de type SOD avec une activité de piégeage de l’extrait qui correspond à environ 100 SOD-équivalent U/mg d’extrait lyophilisé
L’extrait inhibe, de manière dose-dépendante, la peroxydation des lipides de l’acide linolénique qui est induit par le complexe (Fe2 + + H2O2).
Ce qui suggère que cet effet inhibiteur serait très probablement dû par la capacité de piégeage des OH par l’extrait, OH qui est généré la par réaction de Fenton et connu pour être un oxydant puissant dans l’induction de la peroxydation lipidique. D’ailleurs, l’extrait possède une activité de piégeage direct d’OH selon l’analyse ESR plutôt qu’un effet chélateur du fer.
Bref, l’extrait à l’eau chaude des feuilles de Lindera strychnifolia possède une activité de piégeage puissant envers les espèces réactives de l’oxygène (ROS) et les espèces réactives de l’azote (RNS) et de ce fait inhibe la peroxydation lipidique et l’oxydation protéinique.
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Effet cytoprotecteur
Le stress oxydatif subséquent à l’accumulation des espèces réactives de l’oxygène est fréquemment associé à de nombreuses formes d’apoptose ainsi que la mort cellulaire provoquée par une ischémie, un traumatisme ou encore d’autres conditions de maladies neurodégénératives .
La toxicité du glutamate oxydatif a été observée dans les cellules neuronales, y compris des cellules neuronales primaires et des coupes de tissu .
Par conséquent, le glutamate toxique est un facteur majeur à la mort cellulaire pathologique au sein du système nerveux par induction de dommages oxydatifs.
A cet égard, il existe des composés d’origine naturelle qui ont des effets antioxydants intrinsèques contre ce stress oxydatif induit par le glutamate toxique en déclenchant une cascade intracellulaire de voies de protection, offrant ainsi une stratégie prometteuse pour des applications thérapeutiques.
Certains composés phytochimiques ont la capacité de protéger les cellules HT22 de l’hippocampe de souris contre les dommages oxydatifs provoqués par le glutamate toxique , dont l’acétate de lindenenyl, isolé à partir des racines de Lindera strychnifolia, qui possède des effets protecteurs contre les dommages oxydatifs du glutamate toxique dans les cellules HT22.
En effet, une étude a démontré que l’acétate de lindenenyl augmente la résistance cellulaire des cellules HT22 vis-à-vis d’une lésion oxydative provoquée par le glutamate toxique, à travers la signalisation Nrf2 / ARE dépendante de l’expression de HO-1, par activation de la voie ERK.
En général, les propriétés cytoprotectrices des antioxydants sont partiellement attribuées à leur capacité à induire des enzymes cytoprotectrices.
L’expression de la HO-1, une enzyme cytoprotectrice essentielle, en réponse à un dommage oxydatif, est considéré comme une réponse adaptative et de protection contre l’oxydation dans une grande variété de cellules ; y compris des cellules neuronales telles que HT22 .
Figure 07 : Effets de l’acétate de lindenenyl sur l’expression de HO-1 et l’activité de HO dans les cellules HT22.
(A) Les cellules ont été incubées pendant 12h avec de l’acétate de lindenenyl.
(B) Les cellules ont été incubées pendant périodes indiquées avec 40 uM d’acétate de lindenenyl.
L’expression de la HO-1 a été déterminée par analyse Western blot
(C)On a déterminé l’activité de HO via la formation de bilirubine 12 h après le traitement avec différentes concentrations de l’acétate de lindenenyl.
(D) Des cellules HT22 ont été traitées avec 40 uM de l’acétate de lindenenyl et l’activité de HO ont été mesurées aux temps indiqués. Chaque barre représente la moyenne ± S.D. de trois expériences indépendantes. *P<0.05 vs contrôle. CoPP (20 uM) a été utilisée comme témoin positif.
Ces résultats indiquent fortement que les effets cytoprotecteurs, observées, de l’acétate de lindenenyl ont été médiés par l’expression de HO-1.
D’ailleurs, il a été suggéré que les composés phytochimiques peuvent activer Nrf2 en se liant directement par liaison covalente à Keap1. Ce qui entraîne l’induction de certaines protéines cytoprotecteurs notamment HO-1 .
Le facteur de transcription Nrf2 joue un rôle vital dans la médiation de l’expression ARE de la phase 2 de détoxification des enzymes antioxydantes et dans l’activation d’autres gènes inductibles par divers stimuli en réponse au stress oxydatif.
Le Nrf2 est alors requise dans l’expression de certaines protéines inductibles, tels que les glutathion-S-transférase, la quinine réductase et HO-1 .
Figure 08 : Effets de l’acétate de lindenenyl sur la translocation nucléaire de NRF-2 et son activation dans les cellules HT22.
L’acétate de lindenenyl augmente de manière significative les niveaux de Nrf2 et agit efficacement en promouvant sa translocation dans le noyau
En outre, la translocation de Nrf2 vers le noyau après un traitement à l’acétate de lindenenyl est associée à une augmentation de l’activité transcriptionnelle.
Par conséquent, cela suggère que Nrf2 joue un rôle essentiel dans l’induction de l’expression de HO-1 par l’acétate de lindenenyl. De plus, l’activation des voies d’ERK semble également être impliquée.
Figure 09 : Effets de l’acétate de lindenenyl sur l’expression de : ERK (A), JNK (B), et p38 MAPK (C) dans les cellules HT22.
Le traitement des cellules avec des inhibiteurs spécifiques de la protéine kinase a démontré que la voie ERK joue des fonctions essentielles dans l’induction de HO-1. En outre, il a été observé que les voies de MAPK ont également joué un rôle de régulation dans l’expression des gènes HO-1 .
Ainsi, l’acétate de lindenenyl empêche efficacement l’apparition de dommages oxydatifs subséquents au glutamate toxique; par induction de l’expression de HO-1 via les voies ERK et Nrf2 qui semblent jouer un rôle clé dans la protection des cellules HT22.
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Lindera strychnifolia et cancer
Dans une étude, l’huile essentielle des feuilles de Lindera strychnifolia a un effet cytotoxique sur les cellules cancéreuses humaines (A549, HeLa et Hep G2) plus fort que sur les cellules non cancéreuses (HUVEC). De plus, l’extrait a un potentiel de sélectivité élevé pour les cellules cancéreuses.
La cytotoxicité de l’huile essentielle de Lindera strychnifolia peut être attribuée à des composants spécifiques.
En effet, il a été rapporté que Zerumbone montre une activité anti-tumorale envers plusieurs lignées de cellules cancéreuses.
Farnesol est également actif contre la plupart des lignées de cellules tumorales.
Il a aussi été rapporté une forte cytotoxicité de δ-Elemene et γ-Elemene.
Les effets synergiques de ces produits chimiques actifs avec d’autres constituants des huiles essentielles doivent être pris en considération.
L’activité cytotoxique des nouvelles molécules de sesquiterpènes lactones isolées de l’extrait aqueux des racines de Lindera strychnifolia : composé 01 (3-oxo-5 αH,8βH-eudesma-1,4(15),7(11)-trien-8,12-olide) et composé 2 (3-oxo-4,5αH,8βH-eudesma-1,7(11)-dien-8,12-olide2), a été évaluée envers le SBC-3 (JCRB0818, humain, le cancer du poumon) et chez les cellules normales de souris 3T3-L1 (JCRB9014, fibroblastes).
Le cisplatine (CDDP), agent chimiothérapeutique du cancer avec une activité substantielle contre une variété d’affections malignes humaines, notamment le cancer du poumon, a été utilisé comme témoin positif dans cette étude.
Les résultats montrent :
Figure 10 : Cytotoxicité des composés isolés 1 et 3 envers les cellules SBC-3 et 3T3-L1.
SBC-3 ( ) et 3T3-L1 ( ) des cellules à une concentration de 1×105cellules/ml ont été ensemencées dans une plaque à 96 puits multiples.
Après incubation pendant 24 h, le milieu a été retiré, puis, des concentrations croissantes de (A) 1, (B) 2, et (C) le cisplatine ont été ajoutées et incubées pendant 48 h.
La viabilité a été déterminée par la méthode MTT.
Chaque valeur représente la moyenne ± SD de quatre puits.
Les composés 1 et 2 ont un effet cytotoxique dose-dépendant envers le SBC-3 avec une moindre cytotoxicité envers les cellules normales 3T3-L1.
Avec les concentrations inhibitrices de :
Tableau 03 : Concentrations inhibitrices des composés 1, 2 et du Cisplatine
Composé | SBC-3 [IC50 (lM)] |
1 | 7.2 |
2 | 32.2 |
Cisplatine | 8.6 |
Chez les patients atteints de cancer du poumon, le taux de réponse globale de 65 à 95% alors qu’un taux de réponse complète de 35 à 50% a été rapporté après traitement combiné avec le cisplatine et l’étoposide .
Ces composés isolés semblent alors être des candidats prometteurs pour leur potentiel en tant agent chimiothérapeutique du cancer, et pour surmonter la résistance aux autres agents chimiothérapeutiques anticancéreux.
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Autres effets de Lindera strychnifolia
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Activité antibactérienne
L’activité antibactérienne des huiles essentielles pourrait être due aux composants suivants : l’ocimène, le 1,8-cinéol et le camphre.
- Ocimène possède un effet inhibiteur contre plusieurs bactéries
- La combinaison : 1,8-cinéole et camphre, possède des effets antimicrobiens supérieurs
- α-pinène a une forte activité antibactérienne
L’huile essentielle des feuilles de Lindera strychnifolia possède une activité antibactérienne significative, surtout contre Staphylococcus aureus ATCC 25923 et de nombreuses bactéries isolées cliniquement telles que Staphylococcus saprophyticus, Enterococcus faecalis et Enterococcus faecium ont été établis comme principaux agents pathogènes nosocomiaux responsables d’un large éventail d’infections.
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La néphropathie diabétique :
Le stress oxydatif joue un rôle crucial dans la pathogenèse de la néphropathie diabétique (DN) qui est une maladie rénale progressive et irréversible. Elle se caractérise par l’accumulation de matrice extracellulaire dans le mésangium glomérulaire et les tissus interstitiels des reins ce qui provoque éventuellement une insuffisance rénale.
À l’heure actuelle, la principale stratégie de traitement du DN repose sur l’utilisation de RAS bloquants comme : l’enzyme de conversion de l’angiotensine (ECA) ou les antagonistes des récepteurs de l’angiotensine (ARA). Cependant, malgré cela, le DN progresse encore vers le stade terminal d’une maladie rénale (ESRD), chez une grande proportion de patients diabétiques.En d’autres termes, en plus de l’activation du système rénine-angiotensine, d’autres voies sont impliqués dans la pathogenèse du DN. D’ailleurs, l’augmentation des marqueurs de stress oxydatif expérimentaux et chez les patients diabétiques montre le rôle pivot ou central du stress oxydatif dans l’initiation, la progression de la maladie et la complication diabétique .
Les radicaux libres impliqués dans la pathogénèse de la néphropathie diabétique sont des espèces réactives de l’oxygène (ERO) comme le superoxyde (-O2), hydroxyle (-OH), peroxyle (-RO2) et les espèces non radicaux tels que le peroxyde d’hydrogène (H2O2) et l’acide hydrochlorique (HOCl) ainsi que les espèces réactives d’azote qui sont produites à partir de voies similaires qui comprennent les radicaux oxyde nitrique (-NO) et le dioxyde d’azote (-NO2), ainsi que le nonradical peroxynitrite (ONOO-), l’oxyde nitreux (HNO2), et les peroxynitrates alkyles (RONOO). O2, -NO, H2O2 et ONOO- sont les radicaux libres les plus largement étudié dans la néphropathie diabétique.
En général, la néphropathie diabétique progresse de la phase d’hyper filtration glomérulaire au stade sclérotique glomérulaire avec filtration glomérulaire réduit .
Une étude, effectuée sur des souris db/db, a révélé que la consommation d’extrait de Lindera strychnifolia empêche nettement la progression de la maladie.
D’un point de vue pathologique, le traitement avec l’extrait de a permis de prévenir la formation de lésions de sclérose glomérulaire et de fibrose glomérulaire marqué dans les souris db/db non traités, alors que le score de fibrose tubulo-interstitiel et le niveau urinaire d’albumine (mg/l) n’étaient pas significativement différents entre les groupes.
L’inefficacité de l’extrait sur la fibrose tubulointerstitial peut refléter une non amélioration du niveau urinaire d’albumine (mg/l) qui est un facteur déterminant de la dysfonction rénale par l’aggravation de la fibrose tubulo-interstitiel.
Ainsi, il est évident , que la dose de l’extrait ralenti la détérioration progressive de la fonction rénale et des aspects pathologiques de la néphropathie diabétique chez les souris db/db.
D’ailleurs, la population de cellules glomérulaires, particulièrement la population de cellules endothéliales était significativement plus élevée dans le groupe traité par l’extrait. Selon l’immunohistochimie de Flk-1 combiné avec l’essai TUNEL, le traitement avec l’extrait a supprimé l’apoptose des cellules endothéliales chez la souris db / db, ce qui démontre un effet anti-apoptotique de l’extrait de Lindera strychnifolia.
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Conclusion
Il apparaît que Lindera strychnifolia possède une activité antioxydante par piégeage d’espèces réactives de l’oxygène (ROS) et d’espèces réactives de l’azote (RNS).
De plus, l’acétate de lindenenyl qui a été isolé à partir des racines de Lindera strychnifolia a un effet cytoprotecteur, notamment contre les dommages oxydatifs du glutamate toxique au niveau des cellules HT22. Cela à travers la médiation de l’expression de HO-1.
La cytotoxicité de l’huile essentielle de Lindera strychnifolia a également été démontrée, elle peut être attribuée à des composants spécifiques comme le Zerumbone, le Farnesol δ-Elemene et γ-Elemene qui montrent une activité anti-tumorale et une forte cytotoxicité envers plusieurs lignées de cellules cancéreuses et tumorales.
Il est essentiel de souligner l’activité cytotoxique dose-dépendante des nouvelles molécules de sesquiterpènes lactones isolées de l’extrait aqueux des racines de Lindera strychnifolia : composé 01 (3-oxo-5 αH,8βH-eudesma-1,4(15),7(11)-trien-8,12-olide) et composé 2 (3-oxo-4,5αH,8βH-eudesma-1,7(11)-dien-8,12-olide2). D’ailleurs, ces deux composés ont un potentiel de sélectivité élevé pour les cellules cancéreuses.
La plante Lindera strychnifolia offre ainsi une réelle perspective thérapeutique, tant dans l’élucidation de mécanisme d’action et donc le contrôle de maladie que son éventuel apport dans les cas de résistances médicamenteuses, via les nouvelles molécules récemment isolées et identifiées.
Il est alors requis d’effectuer d’autres recherches pour pouvoir isoler, purifier et identifier tous ses composants afin d’élargir le potentiel thérapeutique et la valorisation de Lindera strychnifolia.
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Bibliographie
- Alam, J., Stewart, D., Touchard, C., Bionapally, S., Choi, A.M., Cook, J.L., 1999. Nrf2, a Cap‘n’Collar transcription factor, regulates induction of the heme oxygenase-1 gene. J. Biol. Chem. 274, 26071–26078.
- Al-Burtamani, S.K.S., Fatope, M.O., Marwah, R.G., Onifade, A.K., Al-Saidi, S.H., 2005. Chemical composition, antibacterial and antifungal activities of the essential oil of Haplophyllum tuberculatum from Oman. Journal of Ethnopharmacology 96, 107–112.
- Balogun, E., Hoque, M., Gong, P., Killeen, E., Green, C.J., Foresti, R., Alam, J., Motterlini, R., 2003. Curcumin activates the heme oxygenase-1 gene via regulation of Nrf2 and the antioxidant-responsive element. Biochem. J. 371, 887–895.
- Bensk, D. and Gamble, A.: in Chinese Herbal Medicine: Materia Medica, (Complied and translated by Benskey, D. and Gramble, A. with Kaptchuk, T.), Eastland Press, Seattle, pp. 341, 1986
- Bin Li, Gil-Saeng Jeong, Dae-Gill Kang, Ho-Sub Lee, Youn-Chul Kim. Cytoprotective effects of lindenenyl acetate isolated from Lindera strychnifolia on mouse hippocampal HT22 cells. European Journal of Pharmacology 614 (2009) 58–65
- Brieskorn, C.H., Noble, P., 1983. Two furanoeudesmanes from the essential oil of myrrh. Phytochemistry 22, 187–189.
- Burke, Y.D., Stark, M.J., Roach, S.L., Sen, S.E., Crowell, P.L., 1997. Inhibition of pancreatic cancer growth by the dietary isoprinoids farnesol and geraniol. Lipids 32, 151–156.
- CARRIERE A, GALINIER A, FERNANDEZ Y, CARMONA M.C, PENICAUD L, CASTEILLA L. Les espèces actives de l’oxygène: le yin et le yang de la mitochondrie. Med. Sci., 2006, 22, 47-53.
- Ceriello A, Esposito K, Piconi L, Ihnat MA, Thorpe JE, Testa R, et al. Oscillating glucose is more deleterious to endothelial function and oxidative stress than mean glucose in normal and type 2 diabetic patients. Diabetes. 2008;57(5):1349-54.
- Ceriello A. New Insights on Oxidative Stress and Diabetic Complications May Lead to a “Causal” Antioxidant Therapy. Diabetes Care. 2003;26:1589-96.
- Choi, B.M., Kim, H.J., Oh, G.S., Pae, H.O., Oh, H.C., Jeong, S.J., Kwon, T.O., Kim, Y.M., Chung, H.T., 2002. 1,2,3,4,6-Penta-O-galloyl-beta-D-glucose protects rat neuronal cells (Neuro 2A) from hydrogen peroxide-mediated cell death via the induction of heme oxygenase-1. Neurosci. Lett. 328, 185–189.
- Coyle, J.T., Puttfarcken, P., 1993. Oxidative stress, glutamate, and neurodegenerative disorders. Science 262, 689–695.
- Coyle, J.T., Puttfarcken, P., 1993. Oxidative stress, glutamate, and neurodegenerative disorders. Science 262, 689–695.
- DEBY-DUPONT G, DEBY C, LAMY M. Données actuelles sur la toxicité de l’oxygène. Réanimation, 2002, 11, 28-39.
- Duke, J.A. and Ayensu, E.S.: Medical Plants of China, vol. 2, Algonac: Reference Publication Inc., pp. 390, 1985.
- Elbirt, K.K., Whitmarsh, A.J., Davis, R.J., Bonkovsky, H.L., 1998. Mechanism of sodium arsenite-mediated induction of heme oxygenase-1 in hepatoma cells. Role of mitogen-activated protein kinases. J. Biol. Chem. 273, 8922–8931.
- Fabre, J., Balant, L.P., Dayer, P.G., Fox, H.M., Vernet, A.T., 1982. The kidney in maturity onset diabetes mellitus a clinical study of 510 patients. Kidney International 21, 730–738.
- FAVIER A. Le stress oxydant, intérêt conceptuel et expérimental dans la compréhension des mécanismes des maladies et potentiel thérapeutique. L’actualité chimique, 2003, n°269-270, 108-115.
- Forbes JM, Coughlan MT, Cooper ME. Oxidative stress as a major culprit in kidney disease in diabetes. Diabetes. 2008;57(9):1446-54.
- GERSCHMAN R, GILBERT D.L, NYE S.W, DWYER P, FENN WO. Oxygen poisoning and x-irradiation: a mechanism in common. Science, 1954, 119, 623-626.
- Giacco F, Brownlee M. Oxidative Stress and Diabetic Complications. Circ Res. 2010;107:1058-70.
- Gilbert, R.E., Cooper, M.E., 1999. The tubulointerstitium in progressive diabetic kidney disease: more than an aftermath of glomerular injury? Kidney International 56, 1627–1637.
- Haridas, V., Hanausek, M., Nishimura, G., Soehnge, H., Gaikwad, A., Narog, M., Spears, E., Zoltaszek, R., Walaszek, Z., Gutterman, J.U., 2004. Triterpenoid electrophiles (avicins) activate the innate stress response by redox regulation of a gene battery. J. Clin. Invest. 113, 65–73.
- Hiroshi Ishii, Miharu Nakamura, Takehiko Tozyo and Ken’ichi takeda. Gas chromatographic analyses of the furanosesquiterpenes of lindera strychnifolia in plant materials of different geographic origin. Phytochemistry, 1970, Vol. 9, pp. 2189 to 2192. Pergamon Prem. Printed in England
- Hsu, H.-Y., Chen, Y.-P., Shen, S.-J., Hsu, C.-S., Chen, C.-C., and Chang, H.-C.: Oriental Healing Arts Institute, in Oriental Materia Medica.: A Concise Guide, Long Beach, pp. 421, 1986.
- http://www.plantes-botanique.org/famille_Lauraceae_liste
- http://www.assistantmtc.com/plantes-chinoises/wu-yao-radix-linderae-strychnifoliae.html
- http://www.discoverlife.org/mp/20m?kind=Lindera+strychnifolia
- http://www.mobot.org (consulté le 01/10/2011)
- https://encrypted-tbn2.gstatic.com/images?q=tbn:ANd9GcQr0Za9hVeMSFDslJnD9lOsQZYiMglcRcjJe5D38R75cXpSYSvt
- Image/IM/I_EHCP/0010/640/Lindera_strychnifolia,_Japanese_Evergreen_Spicebush,_leaf_upper,I_EHCP1093.jpgwidth=640 x height=426 pixels; size=215040 bytes Updated: 2015-01-21 11:34:01 gmt
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- Inoshiri S, Sasaki M, Kohda H, Otsuka H, Yamasaki K (1987) Aromatic glycosides from Berchemia racemosa. Phytochemistry 26:2811–2814
- Isao Kouno, Asuka Hirai, Zhi-Hong Jiang and Takashi Tanaka, Bisesquiterpenoid from the root of Lindera strychnifolia. Phytochemistry, Vol. 46, No. 7, pp. 1283-1284, 1997
- Itoh, K., Chiba, T., Takahashi, S., Ishii, T., Igarashi, K., Katoh, Y., Oyake, T., Hayashi, N., Satoh, K., Hatayama, I., Yamamoto, M., Nabeshima, Y., 1997. An Nrf2/small Maf heterodimer mediates the induction of phase II detoxifying enzyme genes through antioxidant response elements. Biochem. Biophys. Res. Commun. 236, 313–322.
- Jaiswal, A.K., 2000. Regulation of genes encoding NAD(P)H:quinine oxidoreductases. Free Radic. Biol. Med. 29, 254–262.
- Jeong, G.S., An, R.B., Pae, H.O., Chung, H.T., Yoon, K.H., Kang, D.G., Lee, H.S., Kim, Y.C., 2008. Cudratricusxanthone A protects mouse hippocampal cells against glutamateinduced neurotoxicity via the induction of heme oxygenase-1. Planta Med. 74, 1368–1373.
- Jeong, G.S., Li, B., Lee, D.S., Byun, E., Kang, D.G., Lee, H.S., Kim, Y.C., 2007. Cytoprotective constituents of Alpinia katsumadai seeds against glutamate-induced oxidative injury in HT22 cells. Nat. Prod. Sci. 13, 268–271.
- Jiangsu New Medical College, 1977. Dictionary of Chinese Materia Medical. Science and Technology Press of Shanghai, Shanghai, pp. 462–469.
- Joshi, B. S., Kamat, V. N. and Govindachari, T. R., Tetrahedron, 1967, 23, 267.
- Kaneda N, Nakanishi H, Kuraishi T, Katori T (1983) Studies on the components of Ophiopogon roots (China). I. Yakugaku Zasshi 103:1133–1139
- Kang ES, Lee GT, Kim BS, Kim CH, Seo GH, Han SJ, et al. Lithospermic acid B ameliorates the development of diabetic nephropathy in OLETF rats. Eur J Pharmacol. 2008;579(1-3):418-25.
- Kawabata, J., Tahara, S., Mizutani, J., 1981. Isolation and structural elucidation of four sesquiterpenes from Chloranthus japonicus (Chlorantheceae). Agric. Biol. Chem. 45, 1447–1453.
- Kawabata, J., Tahara, S., Mizutani, J., Furusaki, A., Hashiba, N., Matsumoto, T., 1979. Shizukanolides, two sesquiterpenoids from Chloranthus japonicas (Chloranthaceae). Agric. Biol. Chem. 43, 885–887.
- Kazuo, T., Masako, U., Isao, H., Youko, T., Ken’ichi, T., 1975. Carbon-13 NMR spectra of some furanosesquiterpenes, major components of Lindera strychnifolia. Tetrahedron. Lett. 51, 4583–4586.
- Kietzmann, T., Samoylenko, A., Immenschuh, S., 2003. Transcriptional regulation of heme oxygenase-1 gene expression by MAP kinases of the JNK and p38 pathways in primary cultures of rat hepatocytes. J. Biol. Chem. 278, 17927–17936.
- Kirana, C., Mclntosh, G.H., Record, I.R., Jones, G.P., 2003. Antitumor activity of extract of Zingiber aromaticum and its bioactive sesquiterpenoid zerumbone. Nutrition and Cancer 45, 218–225.
- Knight, J.A. and Voorhees, R.P.: Peroxidation of linolenic acid-catalysis by transition metal ions. Ann. Clin. Laboratory Sci., 20, 347–352, 1990.
- Kouno, I., Hiral, A., Jiang, Z.H., Tanaka, T., 1997. Bisesquiterpenoid from the root of Lindera strychnifolia. Phytochemistry 46, 1283–1284.
- M. Anticancer Res. 1998, 18, 927–933.
- M. Tomita, T. Sawada, M. Kozuka, D. Hamano, and K. Yoshimura, Yakugaku Zasshi, 89, 737 (1969, and references cited therein.
- Magwa, M.L., Gundidza, M., Gweru, N., Humphrey, G., 2006. Chemical composition and biological activities of essential oil from the leaves of Sesuvium portulacastrum. Journal of Ethnopharmacology 103, 85–89.
- Mauer, S.M., Steffes, M.W., Ellis, E.N., Sutherland, D.E., Brown, D.M., Goetz, F.C., 1984. Structural–functional relationships in diabetic nephropathy. The Journal of Clinical Investigation 74, 1143–1155.
- Moritaka, T.; Kiura, K.; Ueoka, H.; Tabata, M.; Segawa, Y.; Shibayama, T.; Takigawa, N.; Ohnoshi, T.; Harada,
- Mosman, T. J. Immunol. Methods 1983, 65, 55–63.
- Murphy, T.H., Miyamoto, M., Sastre, A., Schnaar, R.L., Coyle, J.T., 1989. Glutamate toxicity in a neuronal cell line involves inhibition of cystine transport leading to oxidative stress. Neuron 2, 1547–1558.
- Mutsuo KOZUKA, Masayukyi YOSHIKAWA and Tokunosuke SAWADA. Alkaloids from Lindera strychnifolia. CommunicationdBrief Reports. Nov-Dec 1984. 1063.
- Ohashi K, Watanabe H, Okumura Y, Uji T, Kitagawa I (1994) Indonesian medicinal plants XII. Four isomeric lignan-glucosides from the Bark of Aegle marmelos (Rutaceae). Chem Pharm Bull 42:1924–1926
- Ohashi K, Watanabe H, Okumura Y, Uji T, Kitagawa I (1994) Indonesian medicinal plants XII. Four isomeric lignan-glucosides from the Bark of Aegle marmelos (Rutaceae). Chem Pharm Bull 42:1924–1926
- Oka, A., Belliveau,M.J., Rosenberg, P.A., Volpe, J.J., 1993. Vulnerability of oligodendroglia to glutamate: pharmacology, mechanisms, and prevention. J. Neurosci. 13, 1441–1453.
- Otsuka H, Takeuchi M, Inoshiri S, Sato T, Yamasaki K (1989) Phenolic compounds from Coix lachryma-jobi var ma-yuen. Phytochemistry 28:883–886
- Otsuka H, Ya Takeda, Yamasaki K, Yo Takeda (1992) Structural elucidation of dendranthemosides A and B: two new b-ionone glucosides from Dendranthema shiwogiku. Planta Med 58:373–375
- Otsuka H, Yao M, Kamada K, Takeda Y (1995) Alangionosides G–M: glycosides of megastigmane derivatives from the leaves of Alangium premnifolium. Chem Pharm Bull 43:754–759
- Qing Liu, Jong Hoon Ahn, Seon Beom Kim, Chul Lee, Bang Yeon Hwang, Mi Kyeong Lee. Sesquiterpene lactones from the roots of Lindera strychnifolia. Phytochemistry 87 (2013) 112–118
- Rössler, O.G., Bauer, I., Chung, H.Y., Thiel, G., 2004. Glutamate-induced cell death of immortalized murine hippocampal neurons: neuroprotective activity of heme oxygenase-1, heat shock protein 70, and sodiumselenite.Neurosci. Lett. 362, 253–257.
- Runwei Yan, Yang Yang, Yingying Zeng, Guolin Zo. Cytotoxicity and antibacterial activity of Lindera strychnifolia essential oils and extracts. Journal of Ethnopharmacology 121 (2009) 451–455
- Runwei Yan, Yang Yang, Yingying Zeng, Guolin Zo. Cytotoxicity and antibacterial activity of Lindera strychnifolia essential oils and extracts. Journal of Ethnopharmacology 121 (2009) 451–455
- Satoh, T., Baba, M., Nakatsuka, D., Ishikawa, Y., Aburatani, H., Furuta, K., Ishikawa, T., Hatanaka, H., Suzuki, M., Watanabe, Y., 2003. Role of heme oxygenase-1 protein in the neuroprotective effects of cyclopentenone prostaglandin derivatives under oxidative stress. Eur. J. Neurosci. 17, 2249–2255.
- Satoh, T., Enokido, Y., Kubo, K., Yamada, M., Hatanaka, H., 1999. Oxygen toxicity induces apoptosis in neuronal cells. Cell. Mol. Neurobiol. 18, 649–666.
- Satoh, T., Lipton, S.A., 2007. Redox regulation of neuronal survival mediated by electrophilic compounds. Trends Neurosci. 30, 37–45.
- Satoh, T., Okamoto, S., Cui, J.,Watanabe, Y., Furuta, K., Suzuki, M., Tohyama, K., Lipton, S.A., 2006. Activation of the Keap1/Nrf2 pathway for neuroprotection by electrophilic [correction of electrophillic] phase II inducers. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103, 768–773.
- Schiller, J. H. Oncology 2002, 63, 105–114.
- Shen, T., Wan, W.Z., Wang, X.N., Yuan, H.Q., Ji, M., Lou, H.X., 2009. A triterpenoid and sesquiterpenoids from the resinous exudates of Commiphora myrrha. Helv. Chim. Acta 92, 645–652.
- Stadtman, E.R.: Role of amino acids in protein breakdown and stability, in Methods in Enzymology, Redox-Active Amino Acids in Biology, vol. 258, ed. By Klinman, J.P., San Diego, Academic Press, pp. 379–393, 1995.
- Su D, Wang Y, Yu S, Yu D, Hu Y, Tang W, Liu G, Wang W (2007) Glucosides from the roots of Capparis tenara. Chem Biodiv 4:2852–2868
- Su Lian, Gourion Albert. Utilisation des médicaments suivant le diagnostic dialectique des Organes et des Entrailles. La Revue Française de Médecine Traditionnelle Chinoise. 1987,125. 292-305.
- Suh, H.W., Kang, S., Kwon, K.S., 2007. Curcumin attenuates glutamate-induced HT22 cell death by suppressing MAP kinase signaling. Mol. Cell. Biochem. 298, 187–194.
- Sun, Q., Sun, A., Liu, R., 2006. Preparative isolation and purification of linderalactone and lindenenol from Radix linderae by HSCCC. J. Liq. Chromatogr. Relat. Technol. 29, 113–121.
- Takamasa Ohno, Akito Nagatsu, Munehiro Nakagawa, Makoto Inoue, Yun-Mo Li, Shinya Minatoguchi, Hajime Mizukamie and Hisayoshi Fujiwara. New sesquiterpene lactones from water extract of the root of Lindera strychnifolia with cytotoxicity against the human small cell lung cancer cell, SBC-3. Tetrahedron Letters 46 (2005) 8657–8660
- Takamasa Ohno, Genzou Takemura, Ichijiro Murata, Tomoyo Kagawa, Seigo Akao, Shinya Minatoguchi, Takako Fujiwara, Hisayoshi Fujiwara. Water extract of the root of Lindera strychnifolia slows down the progression of diabetic nephropathy in db/db mice. Life Sciences 77 (2005) 1391–1403
- Takeda, K., Horibe, I. and Minato, H., Journal of the Chemical Society, 1968, 569.
- Takeda, K., Minato, H. and Horibe, I., Tetrahedron, 1963, 19, 2307.
- Takeda, K., Minato, H. and Ishikawa, M., Journal of the Chemical Society, 1964, 4578.
- The Global Biodiversity Information Facility: GBIF Backbone Taxonomy, 2013-07-01. Accessed via http://www.gbif.org/species/5685486 on 2015-01-21
- Tori, K., Ueyama, M., Horibe, I., Tamura, Y., Takeda, K., 1975. Carbon-13 NMR spectra of some furanosesquiterpenes, major components of Lindera strychnifolia. Tetrahedron Lett. 16, 4583–4586.
- Uk A, Chan JC. Diabetic nephropathy–what are the unmet needs? Diabetes Res Clin Pract. 2008;82:S15-S20.
- Viberti, G., Wiseman, M.J., Pinto, J.R., Messent, J., 1997. Diabetic Nephropathy in Joslin’s Diabetes Mellitus. In: Kahn, C.R., Weir, G.C. (Eds.), 13th ed., pp. 691–737.
- Viljoen, A., Vuuren, S.V., Ernst, E., Klepser, M., Demirci, B., Baser, H., Vyk, B., 2003. Osmitopsis asteriscoides (Asteraceae)-the antimicrobial and essential oil composition of a Cape-Dutch remedy. Journal of Ethnopharmacology 88, 137–143.
- Vornov, J.J., Coyle, J.T., 1991. Glutamate neurotoxicity and the inhibition of protein synthesis in the hippocampal slice. J. Neurochem. 56, 996–1006.
- Xu,Y.H., Dong, B., Luo, Q.Z., Zhou, H.Y., Jia,Y.C.,Yang,Y.F.,Wang,Y.Z., 2005. Influence of elemene on the expression of Bcl-2 family genes in rat C6 glioma cells. Zhonghua Yi Xue Za Zhi 85, 1700–1703.
- Yasuko Noda and Akitane Mori. Antioxidant Activities of Uyaku (Lindera Strychnifolia) Leaf Extract: A Natural Extract Used in Traditional Medicine. J. Clin. Biochem. Nutr., 41, 139–145, September 2007.
- Yoshinari K, Sashida Y, Shimomura H (1989) Two new lignin xylosides from the barks of Prunus ssiori and Prunus padus. Chem Pharm Bull 37:3301–3303
- Yu Q, Matsunami K, Otsuka H, Takeda Y (2005) Staphylionosides A–K: megastigmane glucosides from the leaves of Staphylea bumalda DC. Chem Pharm Bull 53:800–807
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Annexes
Annexe 01 : Voie métabolique de l’oxygène et des ERO
Mémoire de fin d’études de 101 pages.
€24.90